Gn caldo hajna frasco 500g

CALDO GN HAJNA (M242) USO PRETENDIDO Para enriquecimento seletivo de organismos entéricos gram-negativos. COMPOSIÇÃO** Ingredientes (g/L) Triptose: 20.000 Dextrose (Glicose): 1.000 Manitol: 2.000 Citrato de sódio: 5.000 Desoxicolato de sódio: 0.500 Fosfato dipotássico: 4.000 Fosfato monopotássico: 1.500 Cloreto de sódio: 5.000 pH final(a 25°C): 7,0±0,2 **Fórmula ajustada, padronizada para atender aos parâmetros de desempenho INSTRUÇÕES Suspender 39,0g em 1000mL de água purificada/destilada. Aqueça se necessário para dissolver completamente o meio. Dispense em tubos de ensaio ou frascos conforme desejado. Esterilize em autoclave a 115°C (10 lbs de pressão) por 15 minutos. EVITE O AQUECIMENTO EXCESSIVO. PRINCÍPIO E INTERPRETAÇÃO O Caldo Gram Negativo (GN) como meio de enriquecimento para recuperação de Salmonella e Shigella de amostras clínicas e não clínicas, como urina, coágulos sanguíneos, esfregaços de garganta, esfregaços de utensílios para comer e beber, etc (1 ,2). Croft e Miller isolaram mais cepas de Shigella em swabs retais usando este meio. Taylor e Schelhart mostraram a superioridade do Caldo GN sobre meios de enriquecimento de selenito para isolamento de Shigella (5). Hajna (2,6) também sugeriu o enriquecimento de organismos a partir de swabs retais neste meio de 1-6 horas antes do plaqueamento em meio sólido. O meio contém triptose, que fornece aminoácidos e outras substâncias nitrogenadas para apoiar o crescimento bacteriano. A combinação de citrato de sódio e desoxicolato de sódio inibe bactérias gram-positivas e algumas gram-negativas, como coliformes. Os fosfatos servem como um sistema tampão. O cloreto de sódio mantém o equilíbrio osmótico. A maior concentração de manitol em relação à dextrose limita o crescimento de Proteus e aumenta o crescimento de Salmonella e Shigella fermentadoras de manitol. Este caldo de enriquecimento deve ser usado em conjunto com meios de cultura seletivos e não seletivos para aumentar a probabilidade de isolamento de patógenos (3,7,8). Caldo GN, Hajna, Granulado deve ser inoculado diretamente com a amostra. No caso de amostras de fezes, aproximadamente 1g deve ser usado para inoculação. Referências apropriadas devem ser seguidas para processamento de amostras clínicas e de alimentos(2,3,9,10). Após incubação de 6-8 horas e novamente após 24 horas, a subcultura deve ser realizada em meio de ágar seletivo(7). TIPO DE AMOSTRA Amostras clínicas - swab retal, fezes, urina, etc. COLETA E MANUSEIO DE AMOSTRAS Para amostras clínicas, siga as técnicas apropriadas para manusear as amostras de acordo com as diretrizes estabelecidas (11,12). Após o uso, os materiais contaminados devem ser esterilizados em autoclave antes do descarte. AVISOS E PRECAUÇÕES Uso para diagnóstico In Vitro. Leia o rótulo antes de abrir o recipiente. Use luvas de proteção/ roupas de proteção/ proteção de olhos/ proteção facial. Siga as boas práticas de laboratório microbiológico ao manusear amostras e cultura. As precauções padrão de acordo com as diretrizes estabelecidas devem ser seguidas durante o manuseio de amostras clínicas. As diretrizes de segurança podem ser referidas em fichas de dados de segurança individuais. LIMITAÇÕES 1- Mais isolamento e testes bioquímicos devem ser realizados para confirmação. 2- Algumas cepas podem apresentar baixo crescimento devido a variações nutricionais. DESEMPENHO E AVALIAÇÃO O desempenho do meio é esperado quando usado de acordo com a instrução do rótulo dentro da temperatura recomendada. CONTROLE DE QUALIDADE Aparência Pó homogêneo de fluxo livre de creme a amarelo Cor e clareza do meio preparad Cor âmbar claro, solução clara a ligeiramente opalescente em tubos. Reação Reação em solução aquosa a 3,9% p/v a 25°C. pH: 7,0±0,2 pH 6,80 - 7,20 Resposta Cultural Características culturais observadas após incubação a 35°C - 37°C por 18 - 24 horas. Organismo: Escherichia coli ATCC 25922 (00013*) Inóculo (UFC): 50-100 Crescimento em caldo GN: Bom Crescimento após 24 horas em ágar MacConkey: Bom Cor da colonia: rosa-vermelho com ppt biliar Organismo: Enterococcus faecalis ATCC 19433 (00009*) Inóculo (UFC): 50-100 Crescimento em caldo GN: Nada pobre Crescimento após 24 horas em ágar MacConkey: Nada pobre Cor da colonia: vermelho rosa pálido Organismo: Proteus mirabilis ATCC 25933 Inóculo (UFC): 50-100 Crescimento em caldo GN: Bom Crescimento após 24 horas em ágar MacConkey: Bom Cor da colonia: incolor Organismo: Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853 (00025*) Inóculo (UFC): 50-100 Crescimento em caldo GN: Bom Crescimento após 24 horas em ágar MacConkey: Bom Cor da colonia: incolor Organismo: Salmonella Typhimurium ATCC 14028 (00031*) Inóculo (UFC): 50-100 Crescimento em caldo GN: Bom Crescimento após 24 horas em ágar MacConkey: Bom Cor da colonia: incolor Organismo: Shigella flexneri ATCC 12022 (00126*) Inóculo (UFC): 50-100 Crescimento em caldo GN: Bom Crescimento após 24 horas em ágar MacConkey: Bom Cor da colonia: incolor Chave: *Números WDCM correspondentes ARMAZENAMENTO E VIDA ÚTIL Armazenar entre 10°C e 30°C em um recipiente bem fechado e o meio preparado entre 20°C e 30° C. Use antes da data de validade no rótulo. Na abertura, o produto deve ser devidamente armazenado seco, após tampar bem o frasco para evitar formação de grumos devido à natureza higroscópica do produto. O armazenamento inadequado do produto pode levar à formação de caroços. Armazenar em área ventilada e seca protegida de extremos de temperatura e fontes de ignição. Selar o recipiente hermeticamente depois de usar. O desempenho do produto é melhor se usado dentro do período de validade declarado. DISPOSIÇÃO O usuário deve garantir o descarte seguro por autoclavagem e/ou incineração das preparações usadas ou inutilizáveis deste produto. Seguir procedimentos laboratoriais estabelecidos para o descarte de materiais infecciosos e materiais que entram em contato com a amostra devem ser descontaminados e descartados de acordo com as técnicas laboratoriais atuais (11,12). REFERÊNCIAS 1. Hajna A. A., 1955, Publ. Health Lab., 13:59. 2. Hajna A. A., 1955, Publ. Health Lab., 13:83. 3. Salfinger Y., and Tortorello M.L., 2015, Compendium of Methods for the Microbiological Examination of Foods, 5th Ed., American Public Health Association, Washington, D.C. 4. Croft C. C., Miller M. J., 1956, Am. J. Clin. Pathol., 26:411. 5. Taylor W.I., Schelhart D., 1968, Appl. Environ. Microbiol., 16:1383. 6. Hajna A. A., 1956, Air. Univ. Sch. Ar. Med., USAF, 56:39 7. MacFaddin J. F., 1985, Media for Isolation-Cultivation-Identification-Maintenance of Medical Bacteria, Vol. 1, Williams and Wilkins, Baltimore. 8. Murray P. R., Baron J. H., Pfaller M. A., Jorgensen J. H. and Yolken R. H., (Ed.), 2003, Manual of Clinical Microbiology, 8th Ed., American Society for Microbiology, Washington, D.C. 9. Ewing, 1986, Edwards and Ewing's Identification of Enterobacteriaceae, 4th Ed., Elsevier Science Publishing Co., Inc., New York, N.Y. 10. Forbes B. A., Sahm A. S., and Weissfeld D. F., Bailey & Scotts Diagnostic Microbiology, 10th Ed., 1998, Mosby, Inc., St. Louis, Mo. 11. Isenberg, H.D. Clinical Microbiology Procedures Handbook 2nd Edition. 12. Jorgensen, J.H., Pfaller, M.A., Carroll, K.C., Funke, G., Landry, M.L., Richter, S.S and Warnock., D.W. (2015) Manual of Clinical Microbiology, 11th Edition. Vol. 1.